Витамин D-связывающий белок как многофункциональный компонент сыворотки крови
- Авторы: Поваляева А.А.1, Пигарова Е.А.1, Романова А.А.1, Дзеранова Л.К.1, Жуков А.Ю.1, Рожинская Л.Я.1
-
Учреждения:
- Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
- Выпуск: Том 76, № 1 (2021)
- Страницы: 103-110
- Раздел: АКТУАЛЬНЫЕ ВОПРОСЫ ЭНДОКРИНОЛОГИИ
- Дата публикации: 12.04.2021
- URL: https://vestnikramn.spr-journal.ru/jour/article/view/1396
- DOI: https://doi.org/10.15690/vramn1396
- ID: 1396
Цитировать
Полный текст
Аннотация
Витамин D-связывающий белок (DBP) был открыт более полувека назад в качестве полиморфного белка сыворотки крови и к настоящему моменту характеризуется многообразием физиологических свойств. Прежде всего, DBP переносит основную часть циркулирующих в кровотоке метаболитов витамина D, тогда как альбумин является вторым по значимости транспортным белком, особенно у пациентов с низкой концентрацией DBP в сыворотке. Поскольку было открыто, что сайты связывания стероидов заняты лишь у 1–2% от общего количества циркулирующего DBP, инициировано активное изучение других потенциальных биологических ролей этого белка: утилизация актина, регуляция процессов воспаления и механизмов врожденного иммунитета, связывание жирных кислот, влияние на метаболизм костной ткани и связь с патогенезом опухолевых заболеваний. Данный обзор посвящен рассмотрению основных известных биологических функций DBP.
Ключевые слова
Полный текст
Введение
Витамин D-связывающий белок был обнаружен в 1960-е гг. в качестве полиморфного белка сыворотки крови с генетически предопределенными небольшими различиями в электрофоретической активности. Ему было дано название «группоспецифический компонент» (group-specific component, GC). Примерно в это же время был обнаружен транспортный белок метаболитов витамина D в сыворотке (vitamin D-binding protein, DBP). В середине 1970-х гг. несколькими лабораториями независимо было установлено, что GC и DBP — один и тот же белок [1–3].
DBP является слабогликозилированным (0,5–1%) α2-глобулином с молекулярной массой 52–59 кДа. Ген, кодирующий DBP, относится к мультигенному кластеру, который также включает гены, кодирующие альбумин, α-фетопротеин и α-альбумин/афамин, и расположен на длинном плече хромосомы 4 в локусе 4q11–q13. Все четыре гена экспрессируются преимущественно в печени и имеют гомологичную трехдоменную структуру, предположительно возникшую в результате трипликации 192-аминокислотной последовательности в гене-предшественнике [4]. Для DBP характерно большое количество полиморфизмов, что подтверждается историей его открытия и изучения. До признания роли этого белка в качестве переносчика метаболитов витамина D полиморфизмы DBP использовались популяционными генетиками для отслеживания различных популяций, при этом исследователи ссылались на белок под названием «Gc-глобулин». Более 120 вариантов описано на основе электрофоретических свойств, к настоящему моменту в базе данных NCBI числится уже более 1200 полиморфизмов. Из этих вариантов наиболее распространены DBP1F и DBP1S (локус rs7041) и DBP2 (локус rs4588). DBP1F и DBP1S включают два полиморфизма, один по аминокислоте 432 (416 в зрелом DBP) и один в положении 436 (420 в зрелом DBP). Аллель 1F кодирует последовательность между 432 и 436 как DATPT, аллель 1S — как EATPT (рис. 1). Это небольшое различие обусловливает разницу в заряде молекулы, в силу чего DBP1F движется быстрее, чем DBP1S, во время электрофореза. Аллель DBP2 кодирует последовательность как DATPK, который при электрофорезе движется еще медленнее. Дополнительное различие вариантов DBP1 и DBP2 связано с особенностями гликозилирования молекулы. Треонин (Т) в DBP1 связывает N-ацетилгалактозамин (GalNAc), с которым, в свою очередь, в тандеме связываются галактоза и сиаловая кислота. Лизин (K) в аналогичном положении в DBP2 не гликозилирован. Это влияет на преобразование DBP в фактор активации макрофагов (DBP-MAF), заключающееся в частичном дегликозилировании с удалением галактозы и сиаловой кислоты за счет последовательного действия сиалидазы и β-галактозидазы Т- и В-клеток [5]. Биологическое значение данной трансформации описано ниже. Таким образом, циркулирующий в кровотоке DBP является смесью немодифицированных и О-гликозилированных молекул: две из трех самых распространенных изоформ DBP (DBP1S и DBP1F) могут быть гликозилированы по треонину в 420-й позиции трисахаридом, состоящим из GalNAc с двумя разветвленными остатками сахаров галактозы и сиаловой кислоты.
Географические различия во встречаемости аллелей DBP ассоциированы с пигментацией кожи и воздействием солнечного излучения: в популяциях со светлой кожей относительно реже встречается аллель DBP1F и чаще (до 60%) — аллель DBP1S, в популяциях с африканским происхождением широко распространена аллель DBP1F, а среди лиц европеоидной расы — DBP2 [6].
Регуляция синтеза
Синтез DBP является эстроген-зависимым процессом и происходит в гепатоцитах. Максимальная концентрация DBP определяется в кровотоке, однако он может быть обнаружен и в других биологических жидкостях (моче, грудном молоке, асцитической, спинномозговой, семенной жидкостях, слюне) [7]. Как и в случае со многими вырабатываемыми печенью белками, транскрипция гена DBP регулируется ядерными факторами гепатоцитов (hepatic nuclear factors) HNF1α и 1β, однако, в отличие от альбумина, HNF1α повышает экспрессию гена DBP, а HNF1β снижает [8].
Эстрогены повышают экспрессию гена DBP, что отмечено при таких состояниях, как беременность и прием оральных контрацептивов, для которых характерно повышение уровня DBP [9, 10]. Сниженные концентрации DBP сыворотки крови выявлены у пациентов с циррозом печени, синдромом мальабсорбции, различными болезнями почек, при состояниях, приводящих к потере DBP с мочой, а также при генетической или приобретенной утрате мегалина или кубулина — белков, функционирующих как карго-рецепторы для реабсорбции белков после их фильтрации в клубочках нефронов [11].
Дексаметазон и некоторые интерлейкины (например, ИЛ-6) повышают продукцию DBP, что предположительно обусловливает наблюдаемое при травмах и нарушении функции печени повышение уровня DBP, тогда как фактор роста опухоли β (TGFβ) снижает его продукцию [12]. Первичный гиперпаратиреоз ассоциирован со сниженными уровнями DBP, что может обусловливать низкие уровни 25(ОН)D у этих пациентов [13]; на основании отрицательной корреляции между уровнями паратгормона и как DBP, так и альбумина сделано предположение, что высокий уровень интактного паратгормона может снижать синтез DBP. У пациентов с сахарным диабетом 1 типа наличие альбуминурии и потеря DBP с мочой могут приводить к снижению концентрации DBP сыворотки крови [14, 15], которое, в свою очередь, может оказывать прямое или непрямое влияние на аутоиммунную деструкцию β-клеток поджелудочной железы. Небольшое повышение DBP при акромегалии отмечено в одном исследовании [16]. Метаболиты витамина D не регулируют продукцию DBP самостоятельно [17].
Рис. 1. Различия в структуре самых распространенных изоформ DBP и образование DBP-MAF. Аллель 1F кодирует последовательность между аминокислотами 432 и 436 как DATPT, аллель 1S — как EATPT, аллель 2 — как DATPK. Две из трех указанных изоформ (DBP1F и DBP1S) могут быть гликозилированы по треонину в 420-й позиции трисахаридом. Частичное дегликозилирование с удалением галактозы и сиаловой кислоты за счет последовательного действия сиалидазы и β-галактозидазы Т- и В-клеток приводит к образованию из DBP фактора активации макрофагов (DBP-MAF).
DBP является острофазным белком сыворотки крови и повышается при инфекционных процессах или небольших травмах. При значительной травме (например, переломе бедра) или тяжелом состоянии (например, у пациентов в реанимации) может наблюдаться снижение DBP более чем на 10%; точный патогенез этого явления не вполне ясен [18]. Небольшое влияние на концентрацию DBP в сыворотке крови оказывает генотип DBP: у гомозигот с генотипом DBP2 уровни DBP ниже примерно на 10% по сравнению с носителями DBP1 [19].
Измерение концентрации DBP
В норме концентрация DBP в сыворотке крови человека соответствует микромолярному диапазону. Указываемые лабораториями средние концентрации DBP находятся в диапазоне от 200 до 600 мг/л; эти различия по большей части обусловлены использованием различных методов определения DBP, а также отсутствием их стандартизации. Концентрации DBP достаточно высоки для применения иммунохимических методов. Более ранние используемые методы включают радиоиммунный анализ и однонаправленную простую электроиммунодиффузию. В последние годы применяются также турбидиметрия, нефелометрия, иммуноферментный анализ (ИФА) и высокоэффективная жидкостная хроматография с масс-спектрометрией (ВЭЖХ-МС/МС) [20–23]. Преимуществом последней является возможность одномоментного определения различий в изоформах DBP.
Функции DBP
Транспорт метаболитов витамина D
DBP является основным транспортным белком для всех метаболитов витамина D: в норме около 85% циркулирующих в кровотоке метаболитов связаны с DBP, тогда как альбумин связывает практически 15% оставшихся метаболитов, и менее 1% метаболитов находится в кровотоке в несвязанном виде [6]. Нужно отметить, что для DBP характерен примерно в 300 раз меньший суточный объем продукции в сравнении с альбумином. Период полужизни DBP в сыворотке составляет около 1,7 сут, что значимо меньше периода полужизни 25(OH) D — основного циркулирующего метаболита витамина D; период полужизни альбумина в сыворотке сопоставим с периодом полужизни 25(OH)D. В отличие от альбумина, который имеет несколько низкоаффинных сайтов связывания, у DBP только один сайт связывания для всех метаболитов, расположенный в домене А.
Большинство исследований, посвященных изучению аффинности различных метаболитов витамина D к DBP, указывают на то, что для 25(OH)D-лактонов характерна самая высокая аффинность, также достаточно высокая — для 25(OH)D (~1,5 × 108 M−1 при температуре 37 °С), 24R,25(OH)2D и 25S,26(OH)2D; аффинность DBP к 1,25(OH)2D примерно в 10–100 раз меньше, чем к 25(ОН)D; наконец, минимальная аффинность наблюдается к нативному витамину D. Между метаболитами D3 и D2 отмечены небольшие различия в аффинности — до 20% различий между 25(ОН)D3 и 25(ОН)D2. Имеющиеся на настоящий момент данные позволяют предположить, что генотип DBP не оказывает значимого влияния на аффинность к 25(ОН)D [18].
Концентрация DBP в кровотоке в разы больше, чем сумма всех метаболитов витамина D: референсный диапазон DBP лежит в микромолярном интервале, тогда как концентрация основного метаболита витамина D (25(OH)D) в сыворотке крови, как правило, ниже 100 нмоль/л. В связи с этим лишь небольшая фракция DBP (менее 5%) представлена комплексом DBP и метаболита витамина D, и практически весь DBP циркулирует как апопротеин; эта ситуация отлична от большинства остальных транспортных белков лигандов ядерных рецепторов. Такой значительный молярный избыток DBP может иметь несколько биологических функций: защита от токсического действия избытка витамина D и резервуар для формы, являющейся «депо» витамина D, — 25(ОН) D [24].
DBP необходим для утилизации витамина D, образующегося в коже в результате воздействия УФ-излучения. На животных моделях было показано, что в отсутствие DBP УФ-излучение не способно скорректировать низкие уровни витамина D, несмотря на нормальную продукцию витамина D в коже [25].
Свободные 25(OH)D и 1,25(OH)2D могут быть рассчитаны на основании концентрации DBP и аффинности метаболитов к DBP; концентрация свободного 25(ОН)D также может быть измерена напрямую, для чего первоначально использовался метод ультрафильтрации [26], однако на смену ему пришел более простой метод ИФА [27].
В силу ряда обстоятельств в настоящее время не вполне ясно, являются ли свободные 25(OH)D и 1,25(OH)2D более точной характеристикой состояния здоровья в соответствии с гипотезой «свободного гормона», утверждающей, что связанные с белком гормоны биологически неактивны, тогда как биологические функции реализует свободная фракция. Вероятно, особое значение определение прямых метаболитов приобретает при состояниях, связанных с отклонениями от нормы концентрации DBP или его аффинности к лигандам. Прогностическая ценность расчетных значений свободных метаболитов витамина D неизвестна в силу отсутствия стандартизации определения концентрации DBP и точного значения константы аффинности к DBP при 37 °С. В норме отмечена сильная положительная корреляция между измеренным напрямую и расчетным свободным 25(ОН)D, а также обеих величин с общим 25(ОН)D [28, 29]. Кроме того, поскольку отсутствует корреляция между уровнем общего 25(ОН)D и DBP [30], предполагается, что уровень свободного 25(ОН)D не регулируется по принципу обратной связи.
В ряде исследований in vitro показано, что присутствие DBP снижает доступность и функцию метаболитов витамина D [31], что выступает в пользу применимости теории «свободного гормона» к витамину D. В отличие от 25(ОН) D, уровень общего 1,25(ОН)2D положительно коррелирует с уровнем DBP [30, 32], что способствует поддержанию неизменной концентрации свободного активного метаболита витамина D в сыворотке. Однако расчетная концентрация свободного 1,25(OH)2D (±10–13 М) на несколько порядков ниже, чем концентрация связанного с рецептором витамина D метаболита (константа диссоциации равна 10–10 М) [33], что также является аргументом при критике теории «свободного гормона».
Связывание с рецептором мегалина-кубулина
Поддержание стабильной концентрации 25(ОН)D в сыворотке крови и превращение 25(ОН)D в 1,25(ОН)2D регулируется мегалин-опосредованным эндоцитозом комплексов 25(ОН)D и DBP в клетках проксимальных почечных канальцев нефронов [11]. Мегалин является мембранным рецептором и экспрессируется преимущественно в клетках почечных канальцев, располагаясь на апикальной (просветной) мембране. Используя кубулин в качестве корецептора, он связывает большое количество низкомолекулярных белков в просвете почечного канальца, тем самым предотвращая потерю важных для организма веществ с мочой [34]. Поскольку CYP27B1 (фермент, превращающий 25(ОН)D в 1,25(ОН)2D) имеет доступ к 25(ОН)D не только с апикальной стороны клеток почечных канальцев, но и с базальной (где преимущественное значение играет свободный 25(ОН) D), предполагается, что мегалин-опосредованный путь не является незаменимым для синтеза активной формы витамина D в почках. На мышиных моделях было показано, что при полном отсутствии как мегалина [35], так и DBP [36] не развивается рахит при условии полной компенсации пищевыми источниками потерь метаболитов витамина D с мочой. Интернализация DBP вне почек, вероятно, может происходить и мегалин-независимым путем, как показано в В- и Т-лимфоцитах [37]. В 2019 г. был описан первый случай истинного полного дефицита DBP у 58-летней канадской женщины с очень низкими сывороточными концентрациями 25(OH)D и 1,25(OH)2D и неопределяемым уровнем DBP (все измерения проводились методом ВЭЖХ-МС/МС) [38]. Несмотря на выявленные лабораторные отклонения, у пациентки не было рахита в анамнезе или признаков остеомаляции, сывороточные концентрации кальция и ПТГ были нормальными. При обследовании была обнаружена гомозиготная делеция всей области гена GC и части соседнего гена NPFFR2.
Связывание и утилизация внеклеточного актина
При обширном поражении тканей и клеточной гибели в кровоток попадает значимое количество актина — высококонсервативного белка, в большом количестве представленного в клетках эукариотов. Полимеризованная форма актина (F-актин) в ассоциации с фактором коагуляции Va участвует в запуске синдрома диссеминированного внутрисосудистого свертывания (ДВС), приводящего к полиорганной недостаточности. Система утилизации внутриклеточного актина, состоящая из гельзолина и DBP, противостоит указанным процессам коагуляции: гельзолин разрезает и деполимеризует филаменты актина, а DBP, обладая высокой аффинностью к глобулярному актину (G-актину), предотвращает его реполимеризацию. Комплексы G-актина и DBP быстро захватываются и утилизируются клетками печени, легких и селезенки [39]: период полувыведения, связанного с актином DBP, составляет около 30 мин, тогда как свободного DBP — 12–24 ч [40].
Важная роль системы утилизации актина продемонстрирована при тяжелом сепсисе [41], болезнях печени [42], дыхательной недостаточности [43], преэклампсии [44, 45], обширных ожогах [46]. При острых состояниях отмечается падение концентрации DBP в сыворотке крови [47, 48] с повышением концентрации комплексов актина и DBP [49–51]. Способность к повышению уровня DBP в ответ на травму коррелирует с выживанием [52].
Связывание жирных кислот
DBP связывает жирные кислоты, при этом, в отличие от альбумина, имеет единственный сайт связывания и более низкую аффинность (константа аффинности равна 105–106 М–1) [53]. Большинство связанных с DBP жирных кислот являются мононенасыщенными и лишь 5% — полиненасыщенными; при этом только полиненасыщенные жирные кислоты, такие как арахидоновая и линолевая, конкурируют с метаболитами витамина D за связывание с DBP [54, 55]. Этот факт позволяет предположить, что жирные кислоты не конкурируют напрямую с метаболитами витамина D за связывание с DBP, а способны различным образом изменять конфигурацию DBP, что, в свою очередь, оказывает влияние на его связывание с метаболитами витамина D. Роль DBP в транспорте жирных кислот представляется ограниченной.
DBP и фактор активации макрофагов
Еще одна важная функция DBP — способность активировать макрофаги, которую DBP приобретает в результате сайт-специфического селективного дегликозилирования ферментами β-галактозидаза и сиалидаза, локализованными на клеточных мембранах, активированных В- и Т-лимфоцитов соответственно. В результате образуется активный белок DBP-MAF, содержащий остаточный сахар N-ацетилгалактозамин с освободившимися от галактозы и сиаловой кислоты сайтами связывания [56]. В одной из более поздних работ, однако, поставлена под сомнение способность β-галактозидазы дегликозилировать DBP [57]. Как было сказано ранее, образование DBP-MAF возможно только из изоформ DBP1S и DBP1F, которые имеют гликозилированную фракцию. Полное дегликозилирование DBP под действием фермента N-ацетилгалактозаминидазы (нагалазы) приводит к разрыву связи N-ацетилгалактозамина с треонином, и таким образом нагалаза блокирует конверсию DBP в DBP-MAF [58].
DBP-MAF и его 14-аминокислотная синтетическая производная, содержащая сайт гликозилирования, обладают анаболическим эффектом в отношении костной ткани, что может быть использовано при лечении остео-пороза и других костных болезней [59]. Также на животных моделях продемонстрирована способность DBP-MAF независимо от связывания 25(ОН)D активировать остеокласты, в результате чего терапия DBP-MAF может частично корректировать скелетные нарушения при остеопетрозе [53].
В ряде экспериментальных работ in vitro и in vivo, а также в клинических испытаниях показана неординарная эффективность DBP-MAF при лечении опухолевых заболеваний и ВИЧ-инфекции [60, 61]. Предполагается, что противоопухолевый эффект DBP-MAF обусловлен несколькими механизмами, такими как активация макрофагов, прямое ингибирование пролиферации, миграции и метастазирования опухолевых клеток, а также подавление неоангиогенеза в опухолевой ткани [62]. У пациентов с раком наблюдается повышенная продукция нагалазы печенью [63], а обратная корреляция между активностью нагалазы и концентрацией DBP позволяет предположить, что полное дегликозилирование DBP нагалазой и блокирование образования DBP-MAF являются значимыми механизмами иммуносупрессии у этих пациентов [63, 64].
Многие из указанных исследований выполнены в лаборатории Yamamoto, ряд статей которого был отозван после публикации с формулировкой «некорректно проведенные клинические испытания и некорректно оформленная документация, сопровождающая эти испытания». Несмотря на это, противоопухолевые свойства DBP-MAF продолжают активно изучаться во многих странах. В Японии DBP-MAF как лекарственная форма разрешен для практического применения: на базе клиники Saisei Mirai (Токио) пролечено более 3 тыс. больных различными формами рака с использованием интегративной иммунотерапии, одним из компонентов которой является DBP-MAF [62]. В Израиле завершена первая фаза клинических испытаний DBP-MAF [65].
Участие в хемотаксисе
Появляется все больше свидетельств того, что DBP играет важную роль в работе иммунной системы, участвуя в комплемент-опосредованном привлечении нейтрофилов при воспалении. Комплекс, состоящий из DBP, CD44 (гликопротеин, расположенный на клеточной мембране нейтрофилов и обладающий функцией мембранного рецептора) и аннексина А2, способен усиливать эффекты компонентов комплемента — хемоаттрактантов: С5а и его стабильной формы, не имеющей С-концевого аргинина (С5а дез-Арг) [66]. Еще один гликопротеин, происходящий из тромбоцитов, — тромбоспондин-1 способствует усилению DBP С5а-опосредованного хемотаксиса нейтрофилов, связываясь со своими рецепторами CD36 и CD47 [67]. Данная функция DBP в отношении лейкоцитов является специфической, так как он не способен усиливать другие С5а-опосредованные функции лейкоцитов, такие как образование активных форм кислорода и дегрануляцию [68]. При этом DBP может усиливать активность других хемоаттрактантов, например CXCL1 [69]. Метаболиты витамина D (по некоторым данным, 1,25(OH)2D, но не 25(OH)D [70]) конкурентно связываются с DBP и тем самым оказывают ингибирующее влияние на хемотаксис [71].
Заключение
Имеющиеся результаты исследований свидетельствуют о том, что помимо своей основной функции – транспорта метаболитов витамина D – DBP обладает рядом других важных свойств: способствует утилизации актина внутри сосудов, связывает жирные кислоты, активирует макрофаги, участвует в хемотаксисе. Измеренная концентрация DBP может не только дать ценную информацию при оценке статуса витамина D, но и стать новым биохимическим маркером при различных патологических состояниях, в связи с чем требуется стандартизация методов определения DBP. Вызывают интерес исследования, указывающие на связь между полиморфизмами гена DBP и подверженностью различным заболеваниям.
Способность организма реагировать на повреждение путем увеличения выработки DBP коррелирует с выживанием и заставляет задуматься об использовании DBP в терапевтических целях. Исследования DBP-MAF являются многообещающими, однако необходимо проведение рандомизированных контролируемых исследований, чтобы оценить перспективы данной молекулы в клинической практике.
Дополнительная информация
Источник финансирования. Поисково-аналитическая работа осуществлена при финансовой поддержке Российского научного фонда (проект № 19-15-00243).
Конфликт интересов. Авторы данной статьи подтвердили отсутствие конфликта интересов, о котором необходимо сообщить.
Участие авторов. Романова А.А. — сбор и анализ источников литературы, формирование дизайна статьи, основных разделов публикации; А.А. Поваляева — написание статьи, визуализация, формулирование заключения, оформление текста в соответствии с требованиями журнала; А.Ю. Жуков — редакция текста в соответствии с нормами русского языка, орфографическая, синтаксическая и пунктуационная корректура; Е.А. Пигарова, Л.К. Дзеранова — проверка и редактирование текста, придание смыслового единства; Л.Я. Рожинская — стилистический контроль научной публикации. Все авторы внесли существенный вклад в проведение поисково-аналитической работы и подготовку статьи, прочли и одобрили итоговую версию до публикации.
Об авторах
Александра Александровна Поваляева
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Автор, ответственный за переписку.
Email: a.petrushkina@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-7634-5457
SPIN-код: 1970-2811
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11
Екатерина Александровна Пигарова
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Email: kpigarova@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-6539-466X
SPIN-код: 6912-6331
д.м.н.
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11Анастасия Александровна Романова
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Email: svetasvetikova1535@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-7112-5896
SPIN-код: 3959-5866
MD
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11Лариса Константиновна Дзеранова
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Email: dzeranovalk@yandex.ru
ORCID iD: 0000-0002-0327-4619
SPIN-код: 2958-5555
д.м.н.
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11Артем Юрьевич Жуков
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Email: zhukovartem@yahoo.com
ORCID iD: 0000-0002-2729-9386
SPIN-код: 8513-7785
MD
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11Людмила Яковлевна Рожинская
Национальный медицинский исследовательский центр эндокринологии
Email: lrozhinskaya@gmail.com
ORCID iD: 0000-0001-7041-0732
SPIN-код: 5691-7775
д.м.н., профессор
Россия, 117036, Москва, ул. Дм. Ульянова, д. 11Список литературы
- Bouillon R, van Haelen V, Rombauts W, de Moor P. The purification and characterisation of the human‐serum binding protein for the 25‐hydroxycholecalciferol (transcalciferin) identity with group‐specific component. Eur J Biochem. 1976;66(2):285–291. doi: https://doi.org/10.1111/j.1432-1033.1976.tb10518.x
- Imawari M, Kida K, Goodman DS. The transport of vitamin D and its 25 hydroxy metabolite in human plasma. Isolation and partial characterization of vitamin D and 25 hydroxyvitamin D binding protein. J Clin Invest. 1976;58(2):514–523. doi: https://doi.org/10.1172/JCI108495
- Haddad JG, Hillman L, Rojanasathit S. Human serum binding capacity and affinity for 25-hydroxyergocalciferol and 25-hydroxycholecalciferol. J Clin Endocrinol Metab. 1976;43(1):86–91. doi: https://doi.org/10.1210/jcem-43-1-86
- Song YH, Naumova AK, Liebhaber SA, Cooke NE. Physical and meiotic mapping of the region of human chromosome 4q11-q13 encompassing the vitamin D binding protein DBP/Gc-globulin and albumin multigene cluster. Genome Res. 1999;9(6):581–587.
- Bikle DD, Schwartz J. Vitamin D binding protein, total and free vitamin D levels in different physiological and pathophysiological conditions. Front Endocrinol (Lausanne). 2019;10:317. doi: https://doi.org/10.3389/fendo.2019.00317
- Speeckaert M, Huang G, Delanghe JR, Taes YEC. Biological and clinical aspects of the vitamin D binding protein (Gc-globulin) and its polymorphism. Clin Chim Acta. 2006;372(1–2):33–42. doi: https://doi.org/10.1016/j.cca.2006.03.011
- Delanghe JR, Speeckaert R, Speeckaert MM. Behind the scenes of vitamin D binding protein: More than vitamin D binding. Best Pract Res Clin Endocrinol Metab. 2015;29(5):773–786. doi: https://doi.org/10.1016/j.beem.2015.06.006
- Song YH, Ray K, Liebhaber SA, Cooke NE. Vitamin D-binding protein gene transcription is regulated by the relative abundance of hepatocyte nuclear factors 1α and 1β. J Biol Chem. 1998;273(43):28408–28418. doi: https://doi.org/10.1074/jbc.273.43.28408
- Zhang JY, Lucey AJ, Horgan R, et al. Impact of pregnancy on vitamin D status: A longitudinal study. Br J Nutr. 2014;112(7):1081–1087. doi: https://doi.org/10.1017/S0007114514001883
- Møller UK, Streym S, Jensen LT, et al. Increased plasma concentrations of vitamin D metabolites and vitamin D binding protein in women using hormonal contraceptives: A cross-sectional study. Nutrients. 2013;5(9):3470–3480. doi: https://doi.org/10.3390/nu5093470
- Nykjaer A, Dragun D, Walther D, et al. An endocytic pathway essential for renal uptake and activation of the steroid 25-(OH) vitamin D3. Cell. 1999;96(4):507–515. doi: https://doi.org/10.1016/s0092-8674(00)80655-8
- Guha C, Osawa M, Werner PA, et al. Regulation of human Gc (vitamin D-binding) protein levels: Hormonal and cytokine control of gene expression in vitro. Hepatology. 1995;21(6):1675–1681.
- Wang X, Shapses SA, Al-Hraishawi H. Free and bioavailable 25-hydroxyvitamin D levels in patients with primary hyperparathyroidism. Endocr Pract. 2017;23(1):66–71. doi: https://doi.org/10.4158/EP161434.OR
- Thrailkill KM, Fowlkes JL. The role of vitamin D in the metabolic homeostasis of diabetic bone. Clin Rev Bone Min Metab. 2014;11(1):28–37. doi: https://doi.org/10.1007/s12018-012-9127-9
- Anderson RL, Ternes SB, Strand KA, Rowling MJ. Vitamin D homeostasis is compromised due to increased urinary excretion of the 25-hydroxycholecalciferol-vitamin D-binding protein complex in the Zucker diabetic fatty rat. Am J Physiol Endocrinol Metab. 2010;299(6):959–967. doi: https://doi.org/10.1152/ajpendo.00218.2010
- Altinova AE, Ozkan C, Akturk M, et al. Vitamin D-binding protein and free vitamin D concentrations in acromegaly. Endocrine. 2016;52(2):374–379. doi: https://doi.org/10.1007/s12020-015-0789-1
- Björkhem-Bergman L, Torefalk E, Ekström L, Bergman Pl. Vitamin D binding protein is not affected by high-dose vitamin D supplementation: A post hoc analysis of a randomised, placebo-controlled study. BMC Res Notes. 2018;11(1):619. doi: https://doi.org/10.1186/s13104-018-3725-7
- Bouillon R, Schuit F, Antonio L, Rastinejad F. Vitamin D binding protein: a historic overview. Front Endocrinol (Lausanne). 2020;10:910. doi: https://doi.org/10.3389/fendo.2019.00910
- Bouillon R. Genetic and racial differences in the vitamin D Endocrine System. Endocrinol. Metab Clin North Am. 2017;46(4):1119–1135. doi: https://doi.org/10.1016/j.ecl.2017.07.014
- Haughton MA, Mason RS. Immunonephelometric assay of vitamin D-binding protein. Clin Chem. 1992;38(9):1796–1801.
- Jørgensen CS, Christiansen M, Nørgaard-Pedersen E, et al. Gc globulin (vitamin D-binding protein) levels: An inhibition ELISA assay for determination of the total concentration of Gc globulin in plasma and serum. Scand J Clin Lab Invest. 2004;64(2):157–166. doi: https://doi.org/10.1080/00365510410001149
- Henderson CM, Lutsey PL, Misialek JR, et al. Measurement by a novel LC-MS/MS methodology reveals similar serum concentrations of vitamin D binding protein in blacks and whites. Clin Chem. 2017;62(1):179–187. doi: https://doi.org/10.1373/clinchem.2015.244541
- Kilpatrick LE, Phinney K.W. Quantification of total vitamin-D-binding protein and the glycosylated isoforms by liquid chromatography − isotope dilution mass spectrometry. J Proteome Res. 2017;16(11):4185–4195. doi: https://doi.org/10.1021/acs.jproteome.7b00560
- Cooke NE, Haddad JG. Vitamin D binding protein (GC-globulin). Endocr. Rev. 1989;10(3):294–307. doi: https://doi.org/10.1210/edrv-10-3-294
- Duchow EG, Cooke NE, Seeman J, et al. Vitamin D binding protein is required to utilize skin-generated vitamin D. Proc Natl Acad Sci USA. 2019;116(49):24527–24532. doi: https://doi.org/10.1073/pnas.1915442116
- Bikle DD, Gee E, Halloran B, et al. Assessment of the free fraction of 25-hydroxyvitamin. J Clin Endocrinol Metab. 1986;63(4):954–959. doi: https://doi.org/10.1210/jcem-63-4-954
- Heureux N, Lindhout E, Swinkels L. A direct assay for measuring free 25-hydroxyvitamin D. J AOAC Int. 2017;100(5):1318–1322. doi: https://doi.org/10.5740/jaoacint.17-0084
- Nielson CM, Jones KS, Chun RF, et al. Free 25-hydroxyvitamin D: impact of vitamin D binding protein assays on racial-genotypic associations. J Clin Endocrinol Metab. 2016;101(5):2226–2234. doi: https://doi.org/10.1210/jc.2016-1104
- Nielson CM, Jones KS, Bouillon R, et al. Role of assay type in determining free 25-hydroxyvitamin D levels in diverse populations. N Engl J Med. 2016;374(17):1695–1696. doi: https://doi.org/10.1056/NEJMc1513502
- Bouillon R, van Assche FA, van Baelen H, et al. Influence of the vitamin D-binding protein on the serum concentration of 1,25-dihydroxyvitamin D3. Significance of the free 1,25-dihydroxyvitamin D3 concentration. J Clin Invest. 1981;67(3):589–596. doi: https://doi.org/10.1172/JCI110072
- Chun RF, Lauridzen AL, Suon L, et al. Vitamin D-binding protein directs monocyte responses to 25-hydroxy- and 1,25-dihydroxyvitamin D. J Clin Endocrinol Metab. 2010;95(7):3368–3376. doi: https://doi.org/10.1210/jc.2010-0195
- Zella LA, Shevde NK, Hollis BW, et al. Vitamin D-binding protein influences total circulating levels of 1,25-dihydroxyvitamin D3 but does not directly modulate the bioactive levels of the hormone in vivo. Endocrinology. 2008;149(7):3656–3667. doi: https://doi.org/10.1210/en.2008-0042
- Chun RF, Peercy BE, Orwol ES, et al. Vitamin D and DBP: The free hormone hypothesis revisited. J Steroid Biochem Mol Biol. 2014;144 (Pt A):132–137. doi: https://doi.org/10.1016/j.jsbmb.2013.09.012
- Nykjaer A, Fyfe JC, Kozyraki R, et al. Cubilin dysfunction causes abnormal metabolism of the steroid hormone 25(OH) vitamin D3. Proc. Natl. Acad Sci U S A. 2001;98(24):13895–13900. doi: https://doi.org/10.1073/pnas.241516998
- Leheste JR, Melsen F, Wellner М, et al. Hypocalcemia and osteopathy in mice with kidney-specific megalin gene defect. FASEB J. 2003;17(2):247–249. doi: https://doi.org/10.1096/fj.02-0578fje
- Safadi FF, Thornton P, Magiera H, et al. Osteopathy and resistance to vitamin D toxicity in mice null for vitamin D binding protein. J Clin Invest. 1999;103(2):239–251. doi: https://doi.org/10.1172/JCI5244
- Kongsbak M, Von Essen MR, Levring TB, et al. Vitamin D-binding protein controls T cell responses to vitamin D. BMC Immunol. 2014;15:35. doi: https://doi.org/10.1186/s12865-014-0035-2
- Henderson CM, Fink SL, Bassyouni H, et al. Vitamin D-binding protein deficiency and homozygous deletion of the GC gene. N Engl J Med. 2019;380(12):1150–1157. doi: https://doi.org/10.1056/NEJMoa1807841
- Dueland S, Nenseter MS, Drevon C. Uptake and degradation of filamentous actin and vitamin D-binding protein in the rat. Biochem J. 1991;274(1):237–241. doi: https://doi.org/10.1042/bj2740237
- Dahl B, Schiødt FV, Gehrchen PM, et al. Gc-globulin is an acute phase reactant and an indicator of muscle injury after spinal surgery. Inflamm Res. 2001;50(1):39–43.
- Horváth-szalai Z, Kustán P, Szirmay B, et al. Predictive value of serum gelsolin and Gc globulin in sepsis — a pilot study. Clin Chem Lab Med. 2018;56(8):1373–1382. doi: https://doi.org/10.1515/cclm-2017-0782
- Gressner OA, Gao C, Siluschek M, et al. Inverse association between serum concentrations of actin-free vitamin D-binding protein and the histopathological extent of fibrogenic liver disease or hepatocellular carcinoma. Eur J Gastroenterol Hepatol. 2009;21(9):990–995. doi: https://doi.org/10.1097/MEG.0b013e3283293769
- Lind SE, Smith DB, Janmey PA, Stossel TP. Depression of gelsolin levels and detection of gelsolin-actin complexes in plasma of patients with acute lung injury. Am Rev Respir Dis. 1988;138(2):429–434. doi: https://doi.org/10.1164/ajrccm/138.2.429
- Tannetta DS, Redman CW, Sargent IL. Investigation of the actin scavenging system in pre-eclampsia. Eur J Obstet Gynecol Reprod Biol. 2014;172(100):32–35. doi: https://doi.org/10.1016/j.ejogrb.2013.10.022
- Behrouz GF, Farzaneh GS, Leila J, et al. Presence of auto-antibody against two placental proteins, annexin A1 and vitamin D binding protein, in sera of women with pre-eclampsia. J Reprod Immunol. 2013;99(1–2):10–16. doi: https://doi.org/10.1016/j.jri.2013.04.007
- Dinsdale RJ, Hazeldine J, Al Tarrah K, et al. Dysregulation of the actin scavenging system and inhibition of DNase activity following severe thermal injury. Br J Surg. 2020;107(4):391–401. doi: https://doi.org/10.1002/bjs.11310
- Madden K, Feldman HA, Chun RF, et al. Critically ill children have low vitamin D binding protein, influencing bioavailability of vitamin D. Ann Am Thorac Soc. 2015;12(11):1654–1661. doi: https://doi.org/10.1513/AnnalsATS.201503-160OC
- Waldron JL, Ashby HL, Cornes MP, et al. Vitamin D: A negative acute phase reactant. J Clin Pathol. 2013;66(7):620–622. doi: https://doi.org/10.1136/jclinpath-2012-201301
- Wang HH, Cheng BL, Chen QX, et al. Time course of plasma gelsolin concentrations during severe sepsis in critically ill surgical patients. Crit Care. 2008;12(4):R106. doi: https://doi.org/10.1186/cc6988
- Dahl B, Schiødt FV, Rudolph S, et al. Trauma stimulates the synthesis of Gc-globulin. Intensive Care Med. 2001;27(2):394–399. doi: https://doi.org/10.1007/s001340000837
- Schiødt FV, Ott P, Bondesen S, Tygstrup N. Reduced serum Gc-globulin concentrations in patients with fulminant hepatic failure: association with multiple organ failure. Crit Care Med. 1997Aug;25(8):1366–1370. doi: https://doi.org/10.1097/00003246-199708000-00025
- Leaf DE, Waikar SS, Wolf M, et al. Dysregulated mineral metabolism in patients with acute kidney injury and risk of adverse outcomes. Clin Endocrinol (Oxf). 2013;79(4):491–498. doi: https://doi.org/10.1111/cen.12172
- Swamy N, Ray R. Fatty acid-binding site environments of serum vitamin D-binding protein and albumin are different. Bioorg Chem. 2008;36(3):165–168. doi: https://doi.org/10.1016/j.bioorg.2008.02.002
- Ena JM, Esteban C, Perez MD, et al. Fatty acids bound to vitamin D-binding protein (DBP) from human and bovine sera. Biochem Int. 1989;19(1):1–7.
- Bouillon R, Xiang DZ, Convents R, van Baelen H. Polyunsaturated fatty acids decrease the apparent affinity of vitamin D metabolites for human vitamin D-binding protein. J Steroid Biochem Mol Biol. 1992;42(8):855–861. doi: https://doi.org/10.1016/0960-0760(92)90094-y
- Ravnsborg T, Olsen DT, Thysen AH, et al. The glycosylation and characterization of the candidate Gc macrophage activating factor. Biochim Biophys Acta. 2010;1804(4):909–917. doi: https://doi.org/10.1016/j.bbapap.2009.12.022
- Borges CR, Rehder DS. Glycan structure of Gc protein-derived macrophage activating factor as revealed by mass spectrometry. Arch Biochem Biophys. 2016;606:167–179. doi: https://doi.org/10.1016/j.abb.2016.08.006
- Mohamad SB, Nagasawa H, Uto Y, Hori H. Tumor cell alpha-N-acetylgalactosaminidase activity and its involvement in GcMAF-related macrophage activation. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 2002;132(1):1–8. doi: https://doi.org/10.1016/s1095-6433(01)00522-0
- Schneider GB, Grecco KJ, Safadi FF, Popoff SN. The anabolic effects of vitamin D-binding protein-macrophage activating factor (DBP-MAF) and a novel small peptide on bone. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 2003;13(2–4):277–284. doi: https://doi.org/10.1615/critreveukaryotgeneexpr.v13.i24.190
- Saburi E, Saburi A, Ghanei M. Promising role for Gc-MAF in cancer immunotherapy: From bench to bedside. Casp J Intern Med. 2017;8(4):228–238. doi: https://doi.org/10.22088/cjim.8.4.228
- Yamamoto N, Ushijima N, Koga Y. Immunotherapy of HIV-Infected patients with gc protein-derived macrophage activating factor (GcMAF). J Med Virol. 2009;81(1):16–26. doi: https://doi.org/10.1002/jmv.21376
- Останин А.А., Кирикович С.С., Долгова Е.В., и др. Тернистый путь макрофаг-активирующего фактора (GcMAF): от открытия к клинической практике // Вавиловский журнал генетики и селекции. — 2019. — Т. 23. — № 5. — С. 624–631. [Ostanin AA, Kirikovich SS, Dolgova EV, et al. A thorny pathway of macrophage activating factor (GcMAF): from bench to bedside. Vavilovskii Zhurnal Genetiki i Selektsii. 2019;23(5):624–631. (In Russ.)] doi: https://doi.org/10.18699/VJ19.535
- Yamamoto N, Naraparaju VR, Urade M. Prognostic utility of serum α-N-acetylgalactosaminidase and immunosuppression resulted from deglycosylation of serum Gc protein in oral cancer patients. Cancer Res. 1997;57(2):295–299.
- Yamamoto N, Naraparaju VR. Vitamin D3-binding protein as a precursor for macrophage activating factor in the inflammation-primed macrophage activation cascade in rats. Cell Immunol. 1996;170(2):161–167. doi: https://doi.org/10.1006/cimm.1996.0148
- Safety Study of EF-022 (Modified vitamin D binding protein macrophage activator) in subjects with advanced solid tumors [Internet]. ClinicalTrials.gov: National Library of Medicine (US) [updated 2017 Jun 20; cited 2020 Jul 11]. Available from: https://clinicaltrials.gov/ct2/show/NCT02052492?term=NCT02052492&draw=2&rank=1
- McVoy LA, Kew RR. CD44 and annexin A2 mediate the C5a chemotactic cofactor function of the vitamin D binding protein. J Immunol. 2005;175(7):4754–4760. doi: https://doi.org/10.4049/jimmunol.175.7.4754
- Trujillo G, Zhang J, Habiel DM, et al. Cofactor regulation of C5a chemotactic activity in physiological fluids. Requirement for the vitamin D binding protein, thrombospondin-1 and its receptors. Mol Immunol. 2011;49(3):495–503. doi: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2011.09.024
- Binder R, Kress A, Kan G, et al. Neutrophil priming by cytokines and vitamin D binding protein (Gc-globulin): Impact on C5a-mediated chemotaxis, degranulation and respiratory burst. Mol Immunol. 1999;36(13–14):885–892. doi: https://doi.org/10.1016/s0161-5890(99)00110-8
- Trujillo G, Habiel DM, Ge L, et al. Neutrophil recruitment to the lung in both C5a- and CXCL1-induced alveolitis is impaired in vitamin D-binding protein deficient-mice. J Immunol. 2013;191(2):848–856. doi: https://doi.org/10.4049/jimmunol.1202941
- Shah AB, DiMartino SJ, Trujillo G, Kew RR. Selective inhibition of the C5a chemotactic cofactor function of the vitamin D binding protein by 1,25(OH)2 Vitamin D3. Mol Immunol. 2006;43(8):1109–1115. doi: https://doi.org/10.1016/j.molimm.2005.07.023
- Raymond MA, Désormeaux A, Labelle A, et al. Endothelial stress induces the release of vitamin D-binding protein, a novel growth factor. Biochem Biophys Res Commun. 2005;338(3):1374–1382. doi: https://doi.org/10.1016/j.bbrc.2005.10.105.